... 基于相邻细胞间的不变性而建立的拓扑结构分析, 为复杂的三维器官细胞相互作用网络提供了简化研究手段(Montenegro-Johnson et al., 2015).通过细胞水平成像和拓扑学分析, 使得组织器官中的细胞相互作用网络能够根据细胞类型进行提取和注释, 实现局部复杂构型和高阶多层次特性的同时分析(Bassel, 2019).多尺度三维成像技术获取的大量细胞和组织三维网络数据配合拓扑分析手段, 将进一步推动植物发育过程中的三维时空信息研究(图1C) (Jackson et al., 2017).此外, t-SNE (t-distributed stochastic neighbor embedding)和UMAP (uniform manifold approximation and projection)等降维技术是多细胞参数等高通量数据分析的有力工具, 可用于二维或三维的低维空间中表示高维数据集, 并应用于细胞形态和组织架构参数等高通量信息的降维可视化(图1C) (Jo et al., 2021; Vergara et al., 2021).截至目前, 对于大尺度植物组织器官参数的高通量分析手段仍较少, 还需开发更强大的标记、成像和数据分析工具来拓展光学透明方法的应用. ...

... 有机溶剂通常具有高脂溶解能力和高折射率(RI=1.5)的特点, 可使处理样品快速透明化(Vigouroux et al., 2017).Becker等(2012)对BABB (benzyl alcohol/benzyl benzoate)法的脱水和折射率匹配进行改进, 并发明了DBE (dibenzyl ether)法, 保留了大部分绿色荧光蛋白(green fluorescent protein, GFP)的含量(Dodt et al., 2007).在DBE的基础上开发的3DISCO (three- dimensional imaging of solvent-cleared organs)技术(Ertu?rk and Bradke, 2013), 以及在3DISCO基础上改良的uDISCO (ultimate three-dimensional imaging of solvent-cleared organs) (Pan et al., 2016)、iDISCO (immunolabeling-enabled three-dimensional imaging of solvent-cleared organs) (Renier et al., 2014; Belle et al., 2017)和vDISCO (nanobody (V_HH)-boosted three-dimensional imaging of solvent-cleared organs)法(Cai et al., 2019)进一步提高了样品的透明效率, 然而脱水引起的组织收缩降低了成像真实性.Klingberg等(2017)使用3-苯基-2-烯酸乙酯(肉桂酸乙酯(ethyl cinnamate, ECi)开发了一种在保持荧光蛋白稳定性的同时实现样品脱水以及RI匹配的新型透明方法, 但荧光持续时间短.此外, Jing等(2018)使用的PEGASOS (polyethylene glycol (PEG)-associated solvent system)透明法可使样品在透明介质中保存数周, 但容易引起组织收缩. ...

... 膨胀技术是一种比较新颖的超分辨率成像方法, 它利用可膨胀的水凝胶增加生物样品中各向同性荧光基团之间的物理距离.膨胀技术包括免疫染色、锚定、聚合、均质化、膨胀、成像和验证等步骤.膨胀显微镜技术有诸多优势: (1) 花费相对较低, 可在传统显微镜上实现; (2) 对操作技术要求不高, 任何受过显微镜和生物实验室技术基础训练的人均可使用; (3) 可对常规的荧光基团进行多色成像, 不需要特殊的光物理性质(Truckenbrodt et al., 2019).实验中使用聚丙烯酰胺凝胶包埋样品后, 经吸水膨胀, 凝胶内部99%的组分均为水, 样品及凝胶均近乎透明, 光折射系数基本一致, 可用于共聚焦和光片层显微镜成像.膨胀技术已广泛应用于多种组织中, 如斑马鱼(Brachydanio rerio)和果蝇(Drosophila melanogaster) (Cahoon et al., 2017; Freifeld et al., 2017).通过分离大麦细胞核并扩大至4.2倍, 使用宽场显微镜显示扩大后的胞核和核仁保存完好, 还检测到未膨胀细胞核中不可见的染色质结构域.通过扩大细胞核, Kubalová等(2020)使用荧光原位杂交(fluorescence in situ hybridization, FISH)检测到着丝粒重复序列, 通过间接免疫染色发现着丝粒特异性组蛋白H3变体CENH3.此外, Kao和Nodine (2019)优化了膨胀显微技术, 用于拟南芥胚珠和种子的免疫染色, 在第1次细胞分裂之前检测到受精卵中活性转录的标记.他们通过进一步研究发现这种活性转录在受精卵和早期胚胎中是必需的. ...

... 20世纪后期, 植物科学领域已有多种透明技术的相关报道, 如甘油透明法、冬青油透明法(Gardner, 1975)和41/₂复合透明剂法(Herr, 1971; Smith, 1973; Kenrick et al., 1986).限于篇幅, 曾在教科书中介绍过的方法, 本文不再赘述.本文主要介绍近年来新兴的几种在光片层荧光显微技术和膨胀显微技术研究中使用的透明方法, 如PEA (plant-enzyme-assisted)-CLARITY法、ClearSee和CUBIC法. ...

... 植物样品不同尺度的三维形态特征可提供丰富的数据资源, 有助于深入探索植物复杂的解剖结构、网络连接及其功能.近年来, 许多三维重构技术的开发与应用促进了细胞学和发育生物学研究, 成为细胞生物学的热点领域之一(Gualda et al., 2014).经典形态学与发育生物学研究结合3D成像, 将进一步揭示植物形态与结构的形成机制.基于LSCM断层扫描的植物形态三维重构和细胞拓扑网络分析已成功应用于模式植物拟南芥的结构与发育研究(Duran-Nebreda and Bassel, 2017).拥有大尺寸样品仓和快速光片层荧光扫描的LSFM技术则更适合多尺度植物及其内部组分的三维重构与定量分析.随着样品尺寸的增大, 植物大体积成像对光学透明技术的需求也愈发迫切. ...

... Hama等(2011, 2015)先后开发了Scale和ScaleS透明法, 为免疫化学标记和三维信号呈现提供稳定的组织保存途径.此外, ClearT及改良的ClearT2技术在透明样品的同时可有效保持蛋白质荧光信号、免疫组织化学标记和染料标记的荧光信号, 组织形变较小, 而且透明时间较短, 透明效率更高(Kuwajima et al., 2013).为了更好地保留组织形态, 开发出SeeDB (see deep brain)、SeeDB2以及改进的FRUIT (fructose and urea induced transparency)法, 使样品的光散射和球差都达到最小, 增加了样品的成像深度, 推动了生物高分辨成像研究(Ke et al., 2013, 2016; Hou et al., 2015).此外, 为了增加骨骼样品的透明度而发展起来的CUBIC (clear, unobstructed brain/ body imaging cocktails and computational analysis)系列方法具有透明度高和保持内源性荧光的优势, 但在成像过程中水分可能会蒸发, 从而降低组织的透明度并产生沉淀(Kubota et al., 2017; Tainaka et al., 2018). ...

... Hama等(2011, 2015)先后开发了Scale和ScaleS透明法, 为免疫化学标记和三维信号呈现提供稳定的组织保存途径.此外, ClearT及改良的ClearT2技术在透明样品的同时可有效保持蛋白质荧光信号、免疫组织化学标记和染料标记的荧光信号, 组织形变较小, 而且透明时间较短, 透明效率更高(Kuwajima et al., 2013).为了更好地保留组织形态, 开发出SeeDB (see deep brain)、SeeDB2以及改进的FRUIT (fructose and urea induced transparency)法, 使样品的光散射和球差都达到最小, 增加了样品的成像深度, 推动了生物高分辨成像研究(Ke et al., 2013, 2016; Hou et al., 2015).此外, 为了增加骨骼样品的透明度而发展起来的CUBIC (clear, unobstructed brain/ body imaging cocktails and computational analysis)系列方法具有透明度高和保持内源性荧光的优势, 但在成像过程中水分可能会蒸发, 从而降低组织的透明度并产生沉淀(Kubota et al., 2017; Tainaka et al., 2018). ...

... 近些年新发展起来的透明植物器官成像方法TOMEI (transparent plant organ method for imaging)凭借其周期短(在3-6小时完成)及成像深度强等优势应用于多种植物器官中.TOMEI法主要包括固定和硫二甘醇(2,2'-thiodiethanol, TDE)处理2个步骤.TDE是一种水溶性低黏度液体, 通过水溶液稀释调节折射率的范围.最初它是一种用于超分辨率显微镜的安装介质(Staudt et al., 2007), 也可用于透明大组织样品(Aoyagi et al., 2015; Costantini et al., 2015).在使用TDE法制备脑组织透明样品的过程中, 发现硫二甘醇溶液的浓度越高, 其折射率越高, 样品越透明, 但是荧光信号也越容易淬灭.值得注意的是, 动物组织样品在97%硫二甘醇溶液中浸泡1-2天后体积变得非常小(Aoyagi et al., 2015).而在植物组织中, 用97% TDE处理不会导致植物器官的收缩或膨胀, 植物器官可能因细胞壁的刚性而显示出对高浓度TDE的耐受性.此外, 使用TDE法短时间内制备完成的植物透明样品, 在成像时发生荧光淬灭的现象减少(Hasegawa et al., 2016).此后, 为了观察转基因花药中3种不同荧光蛋白的表达, Musielak等(2016)将花药组织固定过夜, 并在70% TDE和10%甘油中过夜处理.经观察发现花药未发生明显的组织变形, 所有3个荧光基团几乎不受TDE的影响.这种透明法使花粉成像更清晰, 可清晰地检测到着丝粒的定位.TDE法通过使用水溶液温和处理样品, 可保持样品的荧光强度, 这种快速的透明方法不仅缩短了实验周期, 而且处理后样品体积变小, 可获得更加准确的多细胞三维空间信息. ...

... 20世纪后期, 植物科学领域已有多种透明技术的相关报道, 如甘油透明法、冬青油透明法(Gardner, 1975)和41/₂复合透明剂法(Herr, 1971; Smith, 1973; Kenrick et al., 1986).限于篇幅, 曾在教科书中介绍过的方法, 本文不再赘述.本文主要介绍近年来新兴的几种在光片层荧光显微技术和膨胀显微技术研究中使用的透明方法, 如PEA (plant-enzyme-assisted)-CLARITY法、ClearSee和CUBIC法. ...

... 组织不透明由光散射和光吸收引起(Johnsen and Widder, 1999; Tuchin, 2015).由于光的散射和吸收等因素, 生物体及其内部组织大部分不具有透明特性.光散射主要是由于生物体内不同成分折射率(refractive index, RI)各异(如水、蛋白质、脂质、细胞器和无机盐的折射率分别为1.33、1.43、1.44、1.38-1.41和1.55)造成的.血红素、脂褐素和黑色素对光的吸收能力强, 从而进一步造成组织不透明(Horecker, 1943; Weissleder, 2001; Seo et al., 2016).植物细胞壁的折射率(1.42)接近于玻璃的折射率(1.52), 而玻璃与液泡的折射率(约1.36)差异显著, 正是由于球差和光散射导致植物组织与器官的不透明.在植物的绿色组织和地下部分的细胞中, 由于色素和自发荧光的存在, 进一步导致明场和荧光显微镜图像质量下降.光学透明技术的发展, 使得致密和大体积的样本甚至整体植株, 在不使用切片的情况下不仅可以获得大样本的三维成像, 还可以全面了解器官发生的细胞机制, 从多尺度定量分析组织的形态发生(Kierzkowski and Routier-Kierzkowska, 2019).因此, 研究者常对细胞组分的散射特性进行改变, 提高样品的透明度(Richardson and Lichtman, 2015).为了达到生物样本光学透明的目的, 可以采用化学或物理方法消除元素的散射或遮挡的光线, 如将样本浸入指定的匹配液中, 以获得均匀的内部折射率匹配.经过透明化处理的生物样本, 即使在几毫米深的组织部位也能获得高质量的图像(Jing et al., 2019).综上所述, 光学透明的方法旨在使组织内部的光散射和光吸收最小化. ...

... Hama等(2011, 2015)先后开发了Scale和ScaleS透明法, 为免疫化学标记和三维信号呈现提供稳定的组织保存途径.此外, ClearT及改良的ClearT2技术在透明样品的同时可有效保持蛋白质荧光信号、免疫组织化学标记和染料标记的荧光信号, 组织形变较小, 而且透明时间较短, 透明效率更高(Kuwajima et al., 2013).为了更好地保留组织形态, 开发出SeeDB (see deep brain)、SeeDB2以及改进的FRUIT (fructose and urea induced transparency)法, 使样品的光散射和球差都达到最小, 增加了样品的成像深度, 推动了生物高分辨成像研究(Ke et al., 2013, 2016; Hou et al., 2015).此外, 为了增加骨骼样品的透明度而发展起来的CUBIC (clear, unobstructed brain/ body imaging cocktails and computational analysis)系列方法具有透明度高和保持内源性荧光的优势, 但在成像过程中水分可能会蒸发, 从而降低组织的透明度并产生沉淀(Kubota et al., 2017; Tainaka et al., 2018). ...

... 基于相邻细胞间的不变性而建立的拓扑结构分析, 为复杂的三维器官细胞相互作用网络提供了简化研究手段(Montenegro-Johnson et al., 2015).通过细胞水平成像和拓扑学分析, 使得组织器官中的细胞相互作用网络能够根据细胞类型进行提取和注释, 实现局部复杂构型和高阶多层次特性的同时分析(Bassel, 2019).多尺度三维成像技术获取的大量细胞和组织三维网络数据配合拓扑分析手段, 将进一步推动植物发育过程中的三维时空信息研究(图1C) (Jackson et al., 2017).此外, t-SNE (t-distributed stochastic neighbor embedding)和UMAP (uniform manifold approximation and projection)等降维技术是多细胞参数等高通量数据分析的有力工具, 可用于二维或三维的低维空间中表示高维数据集, 并应用于细胞形态和组织架构参数等高通量信息的降维可视化(图1C) (Jo et al., 2021; Vergara et al., 2021).截至目前, 对于大尺度植物组织器官参数的高通量分析手段仍较少, 还需开发更强大的标记、成像和数据分析工具来拓展光学透明方法的应用. ...

... 组织不透明由光散射和光吸收引起(Johnsen and Widder, 1999; Tuchin, 2015).由于光的散射和吸收等因素, 生物体及其内部组织大部分不具有透明特性.光散射主要是由于生物体内不同成分折射率(refractive index, RI)各异(如水、蛋白质、脂质、细胞器和无机盐的折射率分别为1.33、1.43、1.44、1.38-1.41和1.55)造成的.血红素、脂褐素和黑色素对光的吸收能力强, 从而进一步造成组织不透明(Horecker, 1943; Weissleder, 2001; Seo et al., 2016).植物细胞壁的折射率(1.42)接近于玻璃的折射率(1.52), 而玻璃与液泡的折射率(约1.36)差异显著, 正是由于球差和光散射导致植物组织与器官的不透明.在植物的绿色组织和地下部分的细胞中, 由于色素和自发荧光的存在, 进一步导致明场和荧光显微镜图像质量下降.光学透明技术的发展, 使得致密和大体积的样本甚至整体植株, 在不使用切片的情况下不仅可以获得大样本的三维成像, 还可以全面了解器官发生的细胞机制, 从多尺度定量分析组织的形态发生(Kierzkowski and Routier-Kierzkowska, 2019).因此, 研究者常对细胞组分的散射特性进行改变, 提高样品的透明度(Richardson and Lichtman, 2015).为了达到生物样本光学透明的目的, 可以采用化学或物理方法消除元素的散射或遮挡的光线, 如将样本浸入指定的匹配液中, 以获得均匀的内部折射率匹配.经过透明化处理的生物样本, 即使在几毫米深的组织部位也能获得高质量的图像(Jing et al., 2019).综上所述, 光学透明的方法旨在使组织内部的光散射和光吸收最小化. ...

... 膨胀技术是一种比较新颖的超分辨率成像方法, 它利用可膨胀的水凝胶增加生物样品中各向同性荧光基团之间的物理距离.膨胀技术包括免疫染色、锚定、聚合、均质化、膨胀、成像和验证等步骤.膨胀显微镜技术有诸多优势: (1) 花费相对较低, 可在传统显微镜上实现; (2) 对操作技术要求不高, 任何受过显微镜和生物实验室技术基础训练的人均可使用; (3) 可对常规的荧光基团进行多色成像, 不需要特殊的光物理性质(Truckenbrodt et al., 2019).实验中使用聚丙烯酰胺凝胶包埋样品后, 经吸水膨胀, 凝胶内部99%的组分均为水, 样品及凝胶均近乎透明, 光折射系数基本一致, 可用于共聚焦和光片层显微镜成像.膨胀技术已广泛应用于多种组织中, 如斑马鱼(Brachydanio rerio)和果蝇(Drosophila melanogaster) (Cahoon et al., 2017; Freifeld et al., 2017).通过分离大麦细胞核并扩大至4.2倍, 使用宽场显微镜显示扩大后的胞核和核仁保存完好, 还检测到未膨胀细胞核中不可见的染色质结构域.通过扩大细胞核, Kubalová等(2020)使用荧光原位杂交(fluorescence in situ hybridization, FISH)检测到着丝粒重复序列, 通过间接免疫染色发现着丝粒特异性组蛋白H3变体CENH3.此外, Kao和Nodine (2019)优化了膨胀显微技术, 用于拟南芥胚珠和种子的免疫染色, 在第1次细胞分裂之前检测到受精卵中活性转录的标记.他们通过进一步研究发现这种活性转录在受精卵和早期胚胎中是必需的. ...

... 植物具有开放的发育模式, 能够适应环境而进行细胞分裂, 包括分生组织中干细胞的重新分化, 形成新的多细胞器官.光学透明技术的建立有助于探究植物组织和器官内部的细胞类型及其相互作用.Wuyts等(2010)对不同时期的拟南芥叶片作透明处理后, 用激光共聚焦显微镜和多光子显微镜对叶片进行光学切片成像, 叶片细胞的三维可视化揭示了植物组织和细胞的相互作用.Truernit等(2008)将拟南芥材料透明化以后, 对野生型和突变体的韧皮部细胞进行了详细检测和比较.他们发现, 在韧皮部发育突变体中, 一类具有韧皮部和木质部混合特征的细胞由最初正常分化的原韧皮部细胞发展而来.这一发现为探究韧皮部发育以及维管组织的三维成像开辟了新的途径.有研究者采用整体透明法处理植物叶片, 观察并探究了气孔的形态特征和生长发育规律(付金娥等, 2017; 谢兆森等, 2018).此外, 前人大多使用冬青油(即水杨酸甲酯)对花粉进行透明处理以进行后续研究(杨弘远, 1988; 李国平等, 2006).此后, 随着透明方法的改进, 有研究者尝试使用不同的透明方法对花器官, 如悬铃叶苎麻(Boehmeria tricuspis)的雌花(李彦坤等, 2011)、苏门白酒草(Conyza sumatrensis)的花序(郝建华和强胜, 2007)、水稻(Oryza sativa)的胚囊(郭海滨等, 2006)、大麦(Hordeum vulgare)的胚珠(Wilkinson and Tucker, 2017)、水稻和小麦(Triticum aestivum)的子房(杜中等, 1995)进行透明处理及染色观察, 为揭示植物胚胎发育和生殖发生过程奠定了基础, 也进一步完善了整体透明技术在植物中的应用. ...

... 组织不透明由光散射和光吸收引起(Johnsen and Widder, 1999; Tuchin, 2015).由于光的散射和吸收等因素, 生物体及其内部组织大部分不具有透明特性.光散射主要是由于生物体内不同成分折射率(refractive index, RI)各异(如水、蛋白质、脂质、细胞器和无机盐的折射率分别为1.33、1.43、1.44、1.38-1.41和1.55)造成的.血红素、脂褐素和黑色素对光的吸收能力强, 从而进一步造成组织不透明(Horecker, 1943; Weissleder, 2001; Seo et al., 2016).植物细胞壁的折射率(1.42)接近于玻璃的折射率(1.52), 而玻璃与液泡的折射率(约1.36)差异显著, 正是由于球差和光散射导致植物组织与器官的不透明.在植物的绿色组织和地下部分的细胞中, 由于色素和自发荧光的存在, 进一步导致明场和荧光显微镜图像质量下降.光学透明技术的发展, 使得致密和大体积的样本甚至整体植株, 在不使用切片的情况下不仅可以获得大样本的三维成像, 还可以全面了解器官发生的细胞机制, 从多尺度定量分析组织的形态发生(Kierzkowski and Routier-Kierzkowska, 2019).因此, 研究者常对细胞组分的散射特性进行改变, 提高样品的透明度(Richardson and Lichtman, 2015).为了达到生物样本光学透明的目的, 可以采用化学或物理方法消除元素的散射或遮挡的光线, 如将样本浸入指定的匹配液中, 以获得均匀的内部折射率匹配.经过透明化处理的生物样本, 即使在几毫米深的组织部位也能获得高质量的图像(Jing et al., 2019).综上所述, 光学透明的方法旨在使组织内部的光散射和光吸收最小化. ...

... 光学透明技术是指使用1种或几种试剂组成的混合液, 通过浸泡、电泳或灌注等处理方式, 使生物体内部组织和器官达到视觉下或光学仪器下透明的组织学技术, 因而亦称组织光学透明技术(tissue optical clearing technology) (Richardson and Lichtman, 2015; 王培新等, 2016; Ueda et al., 2020).随着光学透明技术的发展, 可被透明的样品类型不断增加, 体积不断增大, 从原有的整体组织水平逐步发展到整体生物水平(Susaki and Ueda, 2016).该技术的应用为实现生物体研究从二维到三维的突破提供了有力的支持.在过去的几年里, 光学透明技术研究取得了巨大进展, 并已实现对生物体的活体观察.特别是随着光片层荧光显微技术(light-sheet fluorescence microscopy, LSFM)和膨胀显微技术(expansion microscopy)的迅速发展, 作为样品制备的关键步骤, 透明技术也得到了改进和广泛应用.本文将综述光学透明技术的概念与原理以及现有的透明技术, 重点论述植物光学透明技术及多种基于植物光学透明的新型成像技术在植物细胞生物学中的应用. ...

... 基于相邻细胞间的不变性而建立的拓扑结构分析, 为复杂的三维器官细胞相互作用网络提供了简化研究手段(Montenegro-Johnson et al., 2015).通过细胞水平成像和拓扑学分析, 使得组织器官中的细胞相互作用网络能够根据细胞类型进行提取和注释, 实现局部复杂构型和高阶多层次特性的同时分析(Bassel, 2019).多尺度三维成像技术获取的大量细胞和组织三维网络数据配合拓扑分析手段, 将进一步推动植物发育过程中的三维时空信息研究(图1C) (Jackson et al., 2017).此外, t-SNE (t-distributed stochastic neighbor embedding)和UMAP (uniform manifold approximation and projection)等降维技术是多细胞参数等高通量数据分析的有力工具, 可用于二维或三维的低维空间中表示高维数据集, 并应用于细胞形态和组织架构参数等高通量信息的降维可视化(图1C) (Jo et al., 2021; Vergara et al., 2021).截至目前, 对于大尺度植物组织器官参数的高通量分析手段仍较少, 还需开发更强大的标记、成像和数据分析工具来拓展光学透明方法的应用. ...

... 有机溶剂通常具有高脂溶解能力和高折射率(RI=1.5)的特点, 可使处理样品快速透明化(Vigouroux et al., 2017).Becker等(2012)对BABB (benzyl alcohol/benzyl benzoate)法的脱水和折射率匹配进行改进, 并发明了DBE (dibenzyl ether)法, 保留了大部分绿色荧光蛋白(green fluorescent protein, GFP)的含量(Dodt et al., 2007).在DBE的基础上开发的3DISCO (three- dimensional imaging of solvent-cleared organs)技术(Ertu?rk and Bradke, 2013), 以及在3DISCO基础上改良的uDISCO (ultimate three-dimensional imaging of solvent-cleared organs) (Pan et al., 2016)、iDISCO (immunolabeling-enabled three-dimensional imaging of solvent-cleared organs) (Renier et al., 2014; Belle et al., 2017)和vDISCO (nanobody (V_HH)-boosted three-dimensional imaging of solvent-cleared organs)法(Cai et al., 2019)进一步提高了样品的透明效率, 然而脱水引起的组织收缩降低了成像真实性.Klingberg等(2017)使用3-苯基-2-烯酸乙酯(肉桂酸乙酯(ethyl cinnamate, ECi)开发了一种在保持荧光蛋白稳定性的同时实现样品脱水以及RI匹配的新型透明方法, 但荧光持续时间短.此外, Jing等(2018)使用的PEGASOS (polyethylene glycol (PEG)-associated solvent system)透明法可使样品在透明介质中保存数周, 但容易引起组织收缩. ...

... 植物体由一系列不同空间尺度(宏观-介观-微观)的组分构成, 自微观水平的氨基酸或蛋白质、小囊泡或细胞器、单细胞, 到介观水平的多细胞组织和器官, 再到宏观上的整个植物体.植物能够通过细胞分裂、分生组织的新生和分化形成新的多细胞器官.因此, 获取植物在多个时空尺度上的连通性定量信息, 对于揭示植物生物过程的机制具有重要意义(Zhu and Roeder, 2020; Zhang et al., 2021).其中, 光片层荧光显微镜在多细胞活体生物成像研究中取得了重大突破, 使得介观尺度的研究达到了高精度高分辨率水平(Duran-Nebreda and Bassel, 2017).光片层荧光显微技术(LSFM)是一种光学切片技术, 具有较小的光漂白和光毒性, 而且具有较高的空间分辨率.结合光学透明技术, LSFM为植物和动物的快速、无损检测和生理过程的长期成像开辟了新的途径(Ovečka et al., 2018).基于LSFM的活体成像技术越来越多地被用于拟南芥根部发育过程研究, 其使用的荧光蛋白可以特异性标记亚细胞组分或细胞器, 如细胞核(Novák et al., 2016)、内体(Berson et al., 2014)、微管(Maizel et al., 2011; Vyplelová et al., 2017)或质膜(Lucas et al., 2013; von Wangenheim et al., 2016), 也可以对拟南芥其它器官进行成像, 如侧根、下胚轴和子叶(Ovečka et al., 2015; von Wangenheim et al., 2017).大型样品仓的改进为较大体积的样品提供了更多的成像机会.例如, Vyplelová等(2017)对荧光标记微管结构域的苜蓿(Medicago sativa)根尖进行LSFM实时成像, 探讨了微管排列在有丝分裂过程中的动态模式, 发现根的生长速率与细胞分裂密切相关.因此, LSFM结合光学透明技术为各类组织成像提供了便利.由于LSFM是一种快速成像及图像采集重构技术, 能够以合适的横向和轴向分辨率捕获大体积样品的所有层面图像, 并通过图像处理分析工具进行重构, 最终得到包含原样品所有原始数据的三维重构模型(图1B).因此, LSFM非常适合拟南芥以及其它植物的实时成像, 并且有助于揭示植物的发育过程(Ovečka et al., 2018). ...

... 植物体由一系列不同空间尺度(宏观-介观-微观)的组分构成, 自微观水平的氨基酸或蛋白质、小囊泡或细胞器、单细胞, 到介观水平的多细胞组织和器官, 再到宏观上的整个植物体.植物能够通过细胞分裂、分生组织的新生和分化形成新的多细胞器官.因此, 获取植物在多个时空尺度上的连通性定量信息, 对于揭示植物生物过程的机制具有重要意义(Zhu and Roeder, 2020; Zhang et al., 2021).其中, 光片层荧光显微镜在多细胞活体生物成像研究中取得了重大突破, 使得介观尺度的研究达到了高精度高分辨率水平(Duran-Nebreda and Bassel, 2017).光片层荧光显微技术(LSFM)是一种光学切片技术, 具有较小的光漂白和光毒性, 而且具有较高的空间分辨率.结合光学透明技术, LSFM为植物和动物的快速、无损检测和生理过程的长期成像开辟了新的途径(Ovečka et al., 2018).基于LSFM的活体成像技术越来越多地被用于拟南芥根部发育过程研究, 其使用的荧光蛋白可以特异性标记亚细胞组分或细胞器, 如细胞核(Novák et al., 2016)、内体(Berson et al., 2014)、微管(Maizel et al., 2011; Vyplelová et al., 2017)或质膜(Lucas et al., 2013; von Wangenheim et al., 2016), 也可以对拟南芥其它器官进行成像, 如侧根、下胚轴和子叶(Ovečka et al., 2015; von Wangenheim et al., 2017).大型样品仓的改进为较大体积的样品提供了更多的成像机会.例如, Vyplelová等(2017)对荧光标记微管结构域的苜蓿(Medicago sativa)根尖进行LSFM实时成像, 探讨了微管排列在有丝分裂过程中的动态模式, 发现根的生长速率与细胞分裂密切相关.因此, LSFM结合光学透明技术为各类组织成像提供了便利.由于LSFM是一种快速成像及图像采集重构技术, 能够以合适的横向和轴向分辨率捕获大体积样品的所有层面图像, 并通过图像处理分析工具进行重构, 最终得到包含原样品所有原始数据的三维重构模型(图1B).因此, LSFM非常适合拟南芥以及其它植物的实时成像, 并且有助于揭示植物的发育过程(Ovečka et al., 2018). ...

... 植物体由一系列不同空间尺度(宏观-介观-微观)的组分构成, 自微观水平的氨基酸或蛋白质、小囊泡或细胞器、单细胞, 到介观水平的多细胞组织和器官, 再到宏观上的整个植物体.植物能够通过细胞分裂、分生组织的新生和分化形成新的多细胞器官.因此, 获取植物在多个时空尺度上的连通性定量信息, 对于揭示植物生物过程的机制具有重要意义(Zhu and Roeder, 2020; Zhang et al., 2021).其中, 光片层荧光显微镜在多细胞活体生物成像研究中取得了重大突破, 使得介观尺度的研究达到了高精度高分辨率水平(Duran-Nebreda and Bassel, 2017).光片层荧光显微技术(LSFM)是一种光学切片技术, 具有较小的光漂白和光毒性, 而且具有较高的空间分辨率.结合光学透明技术, LSFM为植物和动物的快速、无损检测和生理过程的长期成像开辟了新的途径(Ovečka et al., 2018).基于LSFM的活体成像技术越来越多地被用于拟南芥根部发育过程研究, 其使用的荧光蛋白可以特异性标记亚细胞组分或细胞器, 如细胞核(Novák et al., 2016)、内体(Berson et al., 2014)、微管(Maizel et al., 2011; Vyplelová et al., 2017)或质膜(Lucas et al., 2013; von Wangenheim et al., 2016), 也可以对拟南芥其它器官进行成像, 如侧根、下胚轴和子叶(Ovečka et al., 2015; von Wangenheim et al., 2017).大型样品仓的改进为较大体积的样品提供了更多的成像机会.例如, Vyplelová等(2017)对荧光标记微管结构域的苜蓿(Medicago sativa)根尖进行LSFM实时成像, 探讨了微管排列在有丝分裂过程中的动态模式, 发现根的生长速率与细胞分裂密切相关.因此, LSFM结合光学透明技术为各类组织成像提供了便利.由于LSFM是一种快速成像及图像采集重构技术, 能够以合适的横向和轴向分辨率捕获大体积样品的所有层面图像, 并通过图像处理分析工具进行重构, 最终得到包含原样品所有原始数据的三维重构模型(图1B).因此, LSFM非常适合拟南芥以及其它植物的实时成像, 并且有助于揭示植物的发育过程(Ovečka et al., 2018). ...